Библиография

1. 1. Андреева А.М., Базарова З.М., Торопыгин И.Ю. и др. 2023. Анализ состава фракции из осмотически активных белков сыворотки крови атлантической трески Gadus morhua // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. Т. 59. № 2. С. 90–99. https://doi.org/10.31857/S004445292302002X
2. 2. Болтачев А.Р., Карпова Е.П. 2017. Морские рыбы Крымского полуострова. Симферополь: Бизнес-Информ, 376 с.
3. 3. Гаевская А.В. 2004. Паразиты и болезни морских и океанических рыб в природных и искусственных условиях. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 237 с.
4. 4. Гаевская А.В. 2005. Анизакидные нематоды и заболевания, вызываемые ими у животных и человека. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 223 с.
5. 5. Гаевская А.В., Корнийчук Ю.М., Мачкевский В.К. и др. 2010. Особенности функционирования паразитарной системы нематоды Hysterothylacium aduncum (Nematoda: Anisakidae) в Чёрном море // Мор. екол. журн. Т. 9. № 2. С. 37–50.
6. 6. Дейнека В.И., Шапошников А.А., Дейнека Л.А. и др. 2008. Каротиноиды: строение, биологические функции и перспективы применения // Науч. ведомости БелГУ. Сер. Медицина. Фармация. Вып. 6. № 6 (46). С. 19–25.
7. 7. Дубинина Е.Е., Бурмистов С.О., Ходов Д.А., Поротов И.Г. 1995. Окислительная модификация белков сыворотки крови человека, метод её определения // Вопр. мед. химии. Т. 41. № 1. С. 24–26.
8. 8. Ефимов А.А., Маслякова Г.Н. 2009. О роли липофусцина в инволютивных и патологических процессах // Саратов. науч.-мед. журн. Т. 5. № 1. С. 111–115.
9. 9. Заботкина Е.А. 2017. Влияние токсикантов органической и неорганической природы на структуру мелано-макрофагальных центров у костистых рыб (обзор) // Тр. ИБВВ РАН. Вып. 77 (80). С. 20–33.
10. 10. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г., Токарев В.Е. 1988. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело. № 1. С. 16–19.
11. 11. Крючков В.Н., Дубовская А.В., Фомин И.В. 2006. Особенности патологической морфологии печени рыб в современных условиях // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 3 (32). С. 94–100.
12. 12. Матрусевич А.К., Карузин К.А. 2015. Оксидативный стресс и его роль в формировании дизадаптации и патологии // Биорадикалы и антиоксидантны. Т. 2. № 2. С. 5–18.
13. 13. Микодина Е.В., Седова М.А., Чмилевский Д.А. и др. 2009. Гистология для ихтиологов: опыт и советы. М.: Изд-во ВНИРО, 112 с.
14. 14. Минеев А.К., Минеева О.В. 2019. Гистопатологии печени у рыб Саратовского водохранилища // Теор. и приклад. экология. № 3. С. 114–119. https://doi.org/10.25750/1995-4301-2019-3-114-119
15. 15. Моисеенко Т.И. 2009. Водная экотоксикология: теоретические и прикладные аспекты. М.: Наука, 399 c.
16. 16. Немова Н.Н. 2010. Механизмы биохимических адаптаций у водных организмов: экологические и эволюционные аспекты // Современные проблемы физиологии и биохимии водных организмов. Т. I. Экологическая физиология и биохимия водных организмов. Петрозаводск: Изд-во КарНЦ РАН. С. 198–214.
17. 17. Немова Н.Н. 2023. Эколого-биохимические адаптации водных организмов // Изв. РАН. Сер. биол. № 7. С. 13–22. https://doi.org/10.31857/S1026347023600218
18. 18. Немова Н.Н., Мещерякова О.В., Лысенко Л.А., Фокина Н.Н. 2014. Оценка состояния водных организмов по биохимическому статусу // Тр. КарНЦ РАН. № 5. С. 18–29.
19. 19. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. М.: Пищ. пром-сть, 376 с.
20. 20. Пронина С.В., Батуева М.Д.-Д., Пронин Н.М. 2014. Характеристика меланомакрофаговых центров печени и селезёнки плотвы Rutilus rutilus (Cypriniformes: Cyprinidae) в озере Котокельское в период вспышки гаффской болезни // Вопр. ихтиологии. Т. 54. № 1. С. 107–114. https://doi.org/10.7868/S004287521401010X
21. 21. Практикум по физико-химическим методам в биологии. 1981. М.: Изд-во МГУ, 239 с.
22. 22. Руднева И.И. 2003. Эколого-физиологические особенности антиоксидантной системы рыб и процессов перекисного окисления липидов // Успехи соврем. биологии. Т. 123. № 4. С. 391–400.
23. 23. Руднева И.И., Скуратовская Е.Н., Дорохова И.И. и др. 2011. Биоиндикация экологического состояния морских акваторий с помощью биомаркеров рыб // Вод. ресурсы. Т. 38. № 1. С. 92–97.
24. 24. Сергеева С.Г., Корниенко Г.Г., Самарская Е.А. и др. 2013. Особенности созревания и патологии половых продуктов барабули Mullus barbatus ponticus и мерланга Odontogadus merlangus euxinus Черного моря // Вопр. рыболовства. Т. 14. № 4 (56). С. 689–702.
25. 25. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Г. 1977. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты // Современные методы в биохимии. М.: Медицина. С. 66–68.
26. 26. Старостина В.К., Дегтева С.Д. 2008. Холинэстераза: методы анализа и диагностическое значение. Новосибирск: Вектор-Бест, 35 с.
27. 27. Фомина А.С. 2019. Результаты патоморфологических исследований рыб Братского водохранилища // Тр. ИБВВ РАН. Вып. 87 (90). С. 41–50. https://doi.org/10.24411/0320-3557-2019-10017
28. 28. Чеснокова И.И., Руднева И.И. 2019. Видовые особенности активности некоторых ферментов гонад черноморских рыб // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. Т. 55. № 5. С. 324–330. https://doi.org/10.1134/S0044452919050048
29. 29. Чеснокова И.И., Сигачева Т.Б., Скуратовская Е.Н. 2020. Сравнительный анализ биомаркеров печени морского ерша Scorpaena porcus Linnaeus, 1758 из Севастопольских акваторий (Черное море) с разным уровнем загрязнения // Вод. ресурсы. Т. 47. № 3. С. 330–335. https://doi.org/10.31857/S0321059620030050
30. 30. Шейко Я.И., Савичева Е.А., Свенторжицкий С.В. и др. 2017. Сравнительная физиолого-биохимическая характеристика младших ремонтных групп селекционного зеркального карпа // Вопр. рыб. хоз-ва Беларуси. № 33. С. 32–45.
31. 31. Эмеретли И.В. 1987. Активность ферментов энергетического обмена в тканях рыб разной естественной подвижности // Экология моря. Вып. 26. С. 57–61.
32. 32. Agius C., Roberts R.J. 2003. Melano-macrophage centres and their role in fish pathology // J. Fish Dis. V. 26. № 9. P. 499–509. https://doi.org/10.1046/j.1365-2761.2003.00485.x
33. 33. Bernet D., Schmidt H., Meier W. et al. 1999. Histopathology in fish: proposal for protocol to assess aquatic pollution // J. Fish Dis. V. 22. № 1. P. 25–34. https://doi.org/10.1046/J.1365-2761.1999.00134.X
34. 34. Cadotte M.W., Carscadden K., Mirotchnick N. 2011. Beyond species: functional diversity and the maintenance of ecological processes and services // J. Appl. Ecol. V. 48. № 5. P. 1079–1087. https://doi.org/10.1111/j.1365-2664.2011.02048.x
35. 35. Carreras-Colom E., Constenla M., Dallarés S., Carrassón M. 2022. Natural variability and potential use of melanomacrophage centres as indicators of pollution in fish species from the NW Mediterranean Sea // Mar. Pollut. Bull. V. 176. Article 113441. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2022.113441
36. 36. Félix R., Valentão P., Andrade P.B. et al. 2020. Evaluating the in vitro potential of natural extracts to protect lipids from oxidative damage // Antioxidants. V. 9. № 3. Article 231. https://doi.org/10.3390/antiox9030231
37. 37. Fournie J.W., Summers J.K, Courtney L.A. et al. 2001. Utility of splenic macrophage aggregates as an indicator of fish exposure to degraded environments // J. Aquat. Anim. Health. V. 13. № 2. P. 105–116. https://doi.org/10.1577/1548-8667 (2001)0132.0.CO;2
38. 38. Gharaei А., Ghaffari М., Keyvanshokooh S., Akrami R. 2011. Changes in metabolic enzymes, cortisol and glucose concentrations of Beluga (Huso huso) exposed to dietary methylmercury // Fish Physiol. Biochem. V. 37. № 3. P. 485–493. https://doi.org/10.1007/s10695-010-9450-3
39. 39. Lemos M.F.L. 2021. Biomarker studies in stress biology: from the gene to population, from the organism to the application // Biology. V. 10. № 12. Article 1340. https://doi.org/10.3390/biology10121340
40. 40. Li F., Gu H., Ou F. et al. 2021. Characterization of histopathological and ultrastructural changes in Myxocyprinus asiaticus acutely infected with virulent Aeromonas hydrophila // Aquac. Res. V. 52. № 9. P. 4288–4302. https://doi.org/10.1111/are.15267
41. 41. Marcogliese D.J., Brambilla L.G., Gagné F., Gendron A.D. 2005. Joint effects of parasitism and pollution on oxidative stress biomarkers in yellow perch Perca flavescens // Dis. Aquat. Organ. V. 63. P. 77–84. https://doi.org/10.3354/dao063077
42. 42. Muns-Pujadas L., Constenla M., Dallarés S., Padrós F. 2024. Diving into the fish pathology of an important commercial fish species: the case of the European hake (Merluccius merluccius Linnaeus, 1758) in the northwest Mediterranean Sea // J. Fish Biol. V. 105. № 6. P. 1906–1918. https://doi.org/10.1111/jfb.15940
43. 43. Nishikimi M., Appaji Rao N., Yagi K. 1972. The occurrence of superoxide anion in the reaction of reduced phenazine methosulfate and molecular oxygen // Biochem. Bioph. Res. Co. V. 46. № 2. P. 849–854. https://doi.org/10.1016/s0006-291x (72)80218-3
44. 44. Orso G., Imperatore R., Coccia E. et al. 2023. A deep survey of fish health for the recognition of useful biomarkers to monitor water pollution // Environments. V. 10. № 12. Article 219. https://doi.org/10.3390/environments10120219
45. 45. Regoli F., Giuliani M.E. 2014. Oxidative pathways of toxicity and oxidative stress biomarkers in marine organisms // Mar. Environ. Res. V. 93. P. 106–117. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2013.07.006
46. 46. Ribeiro H.J., Procópio M.S., Gomes J.M.M. et al. 2011. Functional dissimilarity of melanomacrophage centres in the liver and spleen from females of the teleost fish Prochilodus argenteus // Cell Tiss. Res. V. 346. № 3. P. 417–425. https://doi.org/10.1007/s00441-011-1286-3
47. 47. Rudneva I.I., Skuratovskaya E.N., Kuzminova N.S., Kovyrshina T.B. 2010. Age composition and antioxidant enzyme activities in blood of Black Sea teleosts // Comp. Biochem. Phys. C. V. 151. № 2. P. 229–239. https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2009.11.001
48. 48. Rudneva I.I., Rudyk M.P., Shepelevich V.V. et al. 2017. Response of marine fish liver on environmental pollution // Heavy metals and other pollutants in the environment. N.Y.: Apple Acad. Press. P. 383–402. https://doi.org/10.1201/9781315366029-19
49. 49. Rudneva I.I., Rudyk M.P., Shepelevych V.V. et al. 2018. Comparative study of health biomarkers of two Black Sea teleost fish species Scorpaena porcus and Symphodus tinca // Abstr. III Intern. Sci. Conf. “Microbiology and Immunology — the development outlook in the 21th century”. Kyiv: Natl. Univ. Kyiv. P. 87–88.
50. 50. Sayyaf Dezfuli B.S., Fernandes C.E., Galindo G.M. et al. 2016. Nematode infection in liver of the fish Gymnotus inaequilabiatus (Gymnotiformes: Gymnotidae) from the Pantanal Region in Brazil: pathobiology and inflammatory response // Parasite. Vector. V. 9. № 1. Article 473. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1772-2
51. 51. Skuratovskaya E.N., Zav’yalov A.V., Rudneva I.I. 2018. Health parameters and antioxidant response in Black Sea whiting Merlangius merlangus euxinus (Nordmann, 1840) parasitized by nematode Hysterothylacium aduncum (Rud., 1802) // Comun. Sci. V. 9. № 4. P. 700–709. https://doi.org/10.14295/cs.v9i4.2441
52. 52. Stoliar O.B., Lushchak V.I. 2012. Environmental pollution and oxidative stress in fish // Oxidative stress — environmental induction and dietary antioxidants. Rijeka: Intech. P. 131–166. https://doi.org/10.5772/38094
53. 53. Suvarna S.K., Layton C., Bancroft J.D. 2013. Bancroft’s theory and practice of histological techniques. Philadelphia: Churchill Livingstone, 637 p. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-4226-3.00032-9
54. 54. Tkachenko H., Kurhaluk N., Grudniewska J. 2013. Effects of chloramine-T exposure on oxidative stress biomarkers and liver biochemistry of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum), brown trout, Salmo trutta (L.), and grayling, Thymallus thymallus (L.) // Arch. Pol. Fish. V. 21. № 1. P. 41–51.
55. 55. Van Dyken S.J., Locksley R.M. 2013. Interleukin-4 and Interleukin-13mediated alternatively activated macrophages: roles in homeostasis and disease // Ann. Rev. Immunol. V. 31. P. 317–343. https://doi.org/10.1146/annurev-immunol-032712-095906
56. 56. Venkateswara Rao J., Kavitha P., Jakka N.M. et al. 2007. Toxicity of organophosphates on morphology and locomotor behavior in brine shrimp, Artemia salina // Arch. Environ. Contam. Toxicol. V. 53. № 2. P. 227–232. https://doi.org/10.1007/s00244-006-0226-9